AISLAMIENTO Y PURIFICACIÓN DE PLÁSMIDOS OBTENIDOS DE UNA CEPA DE E. coli MEDIANTE UNA LISIS ALCALINA, SU DIGESTIÓN CON ENDONUCLEASAS DE RESTRICCIÓN Y ANÁLISIS E IDENTIFICACIÓN A TRAVÉS DE ELECTROFORESIS

RESUMEN

Los plásmidos son moléculas de DNA extracromosómico, circular y generalmente de pequeño tamaño que se encuentran en muchas especies bacterianas y que se pueden replicar de manera independiente del DNA cromosómico. El objetivo de esta práctica primeramente fue llevar a cabo el aislamiento y la purificación del DNA de plásmido resistente a la ampicilina contenido en una cepa de E. coli mediante la técnica de miniprep por lisis alcalina, cuantificando y evaluando su pureza mediante espectrofotometría, donde nos fue posible apreciar cómo influye la inactivación con RNAsas con respecto a la que no se inactiva. Después realizamos la digestión simple y doble del plásmido pDEST22 con las enzimas de restricción EcoRI y HindIII, con y sin RNAsa para apreciar el efecto del RNA como contaminante y por último con el fin de saber si la restricción transcurrió eficientemente se corrió una electroforesis en gel de agarosa, en la cual analizamos los topoisómeros obtenidos y pudimos comprobar los fragmentos..

INTRODUCCIÓN

Los plásmidos son moléculas de DNA extracromosómico, circular y generalmente de pequeño tamaño que se encuentran en muchas especies bacterianas y que se pueden replicar de manera independiente del DNA cromosómico. Los plásmidos no son necesarios para la viabilidad general de la célula, pero pueden contener genes que contribuyen a la supervivencia en condiciones especiales, como los que confieren resistencia a antibióticos, a metales etc. Algunas clases de plásmidos poseen además la propiedad conocida como "replicación relajada", esto es, están presentes en forma de muchas copias por célula, lo que facilita enormemente su aislamiento y purificación. (Galván, 2008)

Los plásmidos poseen un interés singular en Ingeniería Genética por ser uno de los sistemas vectores más sencillos de usar. Un vector de clonación es un sistema que permite introducir en una célula hospedadora un fragmento de DNA que se pretende clonar; en esta célula hospedadora el vector se replica y expresa, en su caso la molécula que resulta de la unión de un DNA vector con el DNA de interés (denominado entonces "inserto") se denomina molécula de vector recombinante. (Galván, 2008)

Para ser utilizado como vector de clonación, un plásmido ideal debe poseer al menos tres características: 

1) Debe tener su propio origen de replicación y por tanto la capacidad de replicación autónoma independiente del genoma del hospedador. 

2) Debe tener sitios de clonación múltiple que permitan la apertura del DNA con enzimas de restricción y hace posible la clonación de insertos de DNA en la forma y orientación determinada. 

3) Debe poseer marcadores genéticos seleccionables que permiten aislar las células hospedadoras que contengan el vector. 

La mayoría de los plásmidos naturales no cumplen todas estas condiciones, por lo que una primera tarea de la Ingeniería Genética ha consistido en la construcción de plásmidos artificiales, combinando en una misma molécula diversos rasgos útiles procedentes de los plásmidos naturales. (Galván, 2008)

El método empleado para la obtención del plásmido se denomina de "lisis alcalina": se basa en la desnaturalización y precipitación selectiva del DNA cromosómico en medios con NaOH y SDS. En estas condiciones el DNA plasmídico permanece intacto debido principalmente a su pequeño tamaño y su naturaleza circular y superenrollada. 

Endonucleasas de restricción también llamadas enzimas de restricción, son proteínas bacterianas que cortan en secuencias cortas y específicas al DNA. Son las principales herramientas de la tecnología del DNA recombinante. (“Fragmentos de restricción…..”)

Las enzimas de restricción se denominan según el organismo en el que se descubrieron, utilizando un sistema alfanumérico. La enzima EcoRI proviene de Escherichia coli; HindIII se descubrió en Hemophilus influenzae. Se nombran a partir de las bacterias de las que son extraídas, su nombre está dado según el género y la especie de la bacteria de donde se aisló por primera vez esta enzima. La primera letra representa el género de la bacteria, las próximas dos indican la especie, una cuarta letra indica la cepa, y un número al final indica la cantidad de enzimas que se han aislado de esa cepa.(Cultek, 2006)

Hay dos tipos de enzimas de restricción: 

• Las enzimas de Tipo I cortan las dos cadenas del DNA en una posición aleatoria a cierta distancia del sitio de restricción. 

• Las enzimas de Tipo II reconocen una secuencia específica y cortan las dos cadenas de la molécula de DNA con absoluta precisión dentro de la secuencia reconocida. Las secuencias reconocidas son palindrómicas, es decir, la secuencia de una de las cadenas leída en dirección 5' -> 3' es la misma que la secuencia de la cadena complementaria leída también en dirección 5' -> 3'. (Cultek, 2006)

La enzima de restricción EcoRI reconoce y se une a la secuencia palindrómica GAATTC. El corte del DNA en este sitio produce colas de cadena sencilla complementarias. La colas de cadena sencilla resultantes pueden unirse con colas complementarias de otros fragmentos de DNA para formar moléculas de DNA recombinante. (Cultek, 2006)

HindIII es una enzima de restricción de tipo II posee una diana de restricción en el DNA; AAGCTT, de cadena doble dependiente de una secuencia metilada, palindrómica y asimétrica, sobre la cual su actividad catalítica hidrolasa genera extremos cohesivos. (Cultek, 2006)

El objetivo de esta práctica primeramente fue llevar a cabo el aislamiento y la purificación del DNA de plásmido contenido en una cepa de E.coli mediante la técnica de miniprep por lisis alcalina, después realizar la digestión simple y doble del plásmido pDEST22 con las enzimas de restricción EcoRI y HindIII, con y sin RNAsa para apreciar el efecto del RNA como contaminante y finalmente por electroforesis en agarosa analizar los topoisómeros generados a partir de la digestión correspondiente.

OBSERVACIONES Y RESULTADOS 

En primer lugar se llevó a cabo el aislamiento y la purificación de los plásmidos contenidos en una cepa de E.coli mediante la técnica de Miniprep por lisis alcalina. Después se cuantificó y evaluò su pureza mediante espectrofotometría

Equipo	Concentración de plásmidos (ng/uL)	Relación 260/280
1	3,213	1.967
2	3,658	1.338
3	3,574	1.442
4	3,426	1.842
5	3,594	1.578
5 Sin RNAsa	3, 023	1.998
6	3,565	1.714
7	3,565	1.729
8	3,617	1.562

Tabla no. 1 Resultados de las determinaciones espectrofotométricas de la cuantificación y la pureza de los plásmidos obtenidos para cada uno de los equipos.

Nosotros tomamos de nuestra muestra una pequeña cantidad a la cual no se inactivó con RNAsas, para poder apreciar la diferencia que se presenta con respecto a las demás muestra inactivadas con RNAsas. De acuerdo a los resultados obtenidos como se observa en la tabla no.1 la pureza de acuerdo a la relación 260/280 es mayor a 1.8 sin RNAsa y se encuentra más elevado que todos los valores obtenidos, lo cual indica que la muestra no se encuentra pura y efectivamente se encuentra contaminada con RNA.

Fig. 1 Electroforesis de DNA plasmìdico (pDEST22) extraído  de una cepa de E. coli por el método de miniprep por lisis alcalina. En gel agarosa al 0.7%, 2X en TAE 1X y colorante Gel Red. Carril M: marcador de peso molecular; Invitrogen 100 pb DNA Ladder. Carril A: Plásmido sin RNAsa. Carriles B, D, F y H: Plásmidos sin digerir (SD). Carril C: digestión con EcoRI. Carril E: digestión con HindIII. Carriles G e I: digestión doble (EcoRI y Hindlll).

Las muestras para correr la electroforesis se agregaron de la siguiente manera:

Equipo 6. Carril B (SD) y C (EcoRI).

Equipo 1. Carril D (SD) y E (Hindlll).

Equipo 2. Carril F (SD) y G (EcoRI + Hindlll).

Equipo 3. Carril H (SD) e I (EcoRI + Hindlll).

Fig. 2 Electroforesis de DNA plasmìdico (pDEST22) extraído de una cepa de E. coli por el método de miniprep por lisis alcalina. En Gel agarosa al 0.7%, 2X, en TAE 1X y colorante Gel Red. Carril M: marcador de peso molecular; Invitrogen 100 pb DNA Ladder.Carril A: Plásmido sin RNAsa. Carriles B, D, F y H: plásmidos sin digerir (SD). Carril C: digestión con EcoRI. Carril E: digestión con Hindlll. Carriles G e I: digestión doble (EcoRI y Hindlll). Muestra del equipo: carriles F y G.

Las muestras para correr la electroforesis se agregaron de la siguiente manera:

Equipo 8. Carril B (SD) y C (EcoRI).

Equipo 4. Carril D (SD) y E (Hindlll).

Equipo 5. Carril F (SD) y G (EcoRI + Hindlll).

Equipo 7. Carril H (SD) e I (EcoRI + Hindlll).

En ambas corridas electroforéticas el corte de cada enzima de restricción se puede visualizar en los carriles C y E ; donde se encuentra solo una de ellas. También se puede observar claramente que la restricción no fue completa cuando la enzima de restricción se encuentra sola ya que no fue suficiente para cortar todo el DNA plasmídico, sobre todo en HindIII es más notorio.

La intensidad  de la banda es más fuerte en los Carriles A lo cual es indicativo de que la cantidad de isómero fue más abundante. Y en los Carriles C se pueden apreciar claramente los cortes del sitio de restricción de EcoRI y en el caso de Hindlll (carril E) se observan sus dos sitios de restricción.

En ambas figuras los carriles G e I ya se pueden visualizar los 3 sitios de restricción obtenidos por la digestión doble, correspondiente a los 3 topoisómeros el circular, el  menos enrollado y el superenrollado. Sin embargo en la fig. 2 hubo una digestión completa en comparación con la fig.1 en la cual se puede apreciar que el DNA plasmídico no se alcanzó a cortar todo.

 

En las dos corridas electroforéticas se observa que la cantidad de muestra fue mucha, lo cual se puede apreciar por el barrido, además puede ser indicativo de que no se encontraba tan puro.

CONCLUSIÓN

Al finalizar dicha experimentación, que se llevó a cabo en 2 sesiones, como primer paso se pudò llevar a cabo el aislamiento y la purificación del DNA plasmídico resistente a la ampicilina contenido en una cepa de E.coli mediante la técnica de miniprep por lisis alcalina, después realizamos la digestión simple y doble del plásmido pDEST22 con las enzimas de restricción EcoRI y HindIII, con y sin RNAsa respectivamente para apreciar el efecto del RNA como contaminante y por último con el fin de saber si la restricción transcurrió eficientemente se corrió una electroforesis en gel de agarosa, en la cual pudimos analizar los topoisómeros obtenidos a partir de las muestras sometidos o no a la digestión, ya sea sencilla o doble, los cuales son de aproximadamente pb

https://biologiamolecularinteractiva.files.wordpress.com/2013/01/prc3a1ctica-no-5-enzimas-de-restriccion.pdf

http://itzamna.cifn.unam.mx/actividades/divulgacion/1erTDCG_eldnavaalaescuela/doctos/2da_sesion_TDCG.pdf

http://www.uco.es/dptos/bioquimica-biol-mol/pdfs/39%20AISLAMIENTO%20Y%20PURIFICACI%C3%93N%20DEL%20DNA%20DE%20UN%20PL%C3%81SMIDO%20RECOMBINANTE.pdf

“ANÁLISIS DEL DNA, OBTENIDO DE SANGRE PERIFÉRICA CON TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN Y PURIFICACIÓN”

INTRODUCCIÓN

El DNA, está constituido por dos cadenas de nucleótidos, formando una doble hélice, a manera de escalera enrollada, su estabilidad se debe a la formación de puentes de hidrógeno, además existe la presencia de enlaces entre bases nitrogenadas (A-T; G-C) y enlaces disulfuro. El modo de réplica es semiconservativo.

Obtener DNA relativamente puro y amplificable resulta fundamental para los posteriores usos a los que está destinado: tiene gran importancia en los procesos para el diagnóstico de enfermedades, trastornos genéticos y en el marco de investigación de tipo forense. La tarea demanda una “puesta a punto” de las técnicas de extracción utilizadas, con el objeto de determinar las condiciones ideales en las que se obtenga el máximo rendimiento, por lo que en el procedimiento se debe de tener ciertos cuidados entre los que están la inactivación de nucleasas celulares, trabajar con soluciones y  materiales estériles y, con protección personal (guantes,  cubrebocas, cofias)  para evitar contaminar las muestras.

En general  los métodos de extracción y purificación de DNA tienen una serie de etapas básicas :

*Obtención de la muestra: Constituye la etapa previa de todo análisi genético.

*Lisis celular: Ruptura de la bicapa lipídica de las membranas celulares (dentro de la cual se destruye membranas nucleares), el tratamiento se realiza con detergentes, agentes quelantes que secuestran cationes estabilizadores de la membrana, choque osmótico,etc. 

*Clarificación: Eliminación de proteínas (son los principales contaminantes del extracto).

* Concentración del DNA: Precipitación con alcoholes y purificación (lavado para eliminar restos de reactivos y solventes que pueden inhibir la Taq polimerasa), y resuspensión.

*Análisis: Cualitativo por electroforesis y cuantitativo por espectrofotometría.

Para muestra de sangre periférica de DNA (CTAB), se han descrito y publicado distintos protocolos. Los métodos de extracción de DNA que realizamos se basan en los principios de las dos alternativas metodológicas básicas las cuales difieren en la etapa de la purificación de las proteínas del extracto; el método que aprovecha las propiedades desnaturalizantes que tiene ciertos solventes orgánicos y el fundamentado en el cambio de solubilidad que experimentan las proteínas cuando son sometidas a modificaciones en la concentración salina del medio. Estos métodos presentan algunas ventajas y desventajas respecto a otros: son económicos, se manejan compuestos químicos tóxicos o contaminantes al ambiente en el caso del método de Fenol - cloroformo y se obtienen considerables cantidades y buena pureza del DNA.

Una vez que se ha realizado la extracción del ADN es necesario revisar la integridad y la cantidad del mismo. La cuantificación del ADN se llevará a cabo por estimación de la intensidad de una banda en la separación por electroforesis en geles de agarosa, en el que el ADN será teñido por el colorante Gel Red y mediante técnicas de espectrofotometría de luz ultravioleta.

MATERIAL Y MÉTODOS

La metodología se tomó del manual de Genética Molecular.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Inicialmente es necesario llevar a cabo una lisis para liberar al DNA del interior celular, para lo cual se utilizan los buffers de extracción que contienen 1) detergentes, como sodio dodecilo sulfato (SDS) a una concentración final del 1% o Triton X al 0.5%; 2) una molécula quelante (p. ej. EDTA, 50mM), que tiene cuatro grupos carboxilo y dos grupos amino, cuya forma completamente de-protonizada puede unirse a cualquier complejo metálico en solución, quitando a los cationes de la solución para desestabilizar la membrana celular e inhibir a las DNAsas; 3) sales (p.ej. NaCl 20mM), que forman una capa iónica suave que recubre al ADN protegiéndolo y ayudando a evitar su degradación; 4) Tris-HCl 20mM con pH entre 7.5 y 8.2 para mantener el pH de la solución estable; 5) proteinasa K para degradar proteínas o enzimas (Sambrook, J. 1989).

La absorción de luz UV es una de las características físicas del DNA que permite su identificacion, cuantificacion y la evaluación de su pureza por medio de la espectrofotometría.

Los valores encontrados con respecto a la calidad del DNA obtenido, medidos mediante espectrofotometría son presentados en la TABLA I, donde se presentan la relación de los valores de absorbancia (A260/ A280) y la concentración en ng/uL.

TABLA I. Resultados de las determinaciones espectrofotométricas.

Metodo de extraccion	LECTURA 260 nm	LECTURA 280 nm	RELACIÓN  260/280	CONCENTRACIÓN DE DNA (ng/uL)
Perclorato	18.7727	10.049	1.868	938.635
Fenol - Cloroformo	4.3508	2.2300	1.951	217.54

El cálculo de la concentración de DNA (ng/uL), se realizó mediante la fórmula A260 x 50 x dilución de la muestra (el número 50 representa una constante relacionada con una solución de DNA doble hélice, cuya concentración es de 50 ng/uL con A260 =1)

Los nucleótidos tienen un máximo de absorbancia a 260 nm (con una DO=1). Los valores de la relación A260/A280= 1.7 - 1.9 es indicativo de que la muestra de DNA es pura. En nuestro caso los valores oscilan entre 1,8 y 1,9 indicando una buena desproteinización de las muestras de DNA en ambas muestras y una posible contaminación por fenol  en el caso del método de fenol - cloroformo.

En relación a la concentración de DNA expresada en ng/uL se observa que se obtuvo cantidades altas de DNA por el método de Perclorato de sodio en comparación con el de Fenol-cloroformo.

La integridad obtenida del ADN de sangre periférica se muestra en la FIG. 1, en los carriles 9 y 10

respectivamente, en ambas se pueden observar bandas bien definidas y sin degradación.

Sin embargo se observa un poco de contaminación en el método de fenol..

El tamaño del poro del gel es predeterminado ajustando su concentración en el gel; entonces a mayor

concentración menor tamaño del poro. En la experimentación se utilizó 0.8% de agarosa, una

concentración baja  considerando el rango de trabajo 0.7-2%, con este gel de agarosa se obtiene

una buena separación (resolución) de grandes fragmentos de ADN (0.5-10 Kb). Dependiendo

igualmente de la concentración, nuestro gel de bajo porcentaje, es muy frágil.

BIBLIOGRAFÍA 

Riera, M. A., Rojas, M.E. y Zapata, P. D. Protocolo de extracción de DNA por salting-out para pequeños volúmenes de sangre. Laboratorio de Biotecnología Molecular. Módulo de Bioquímica y Farmacia. FCEQyN – UNaM: Misiones – Argentina.  

Sambrook, J., Fritsch, E.F. y Maniatis, T. (1989). «Gel electroforesis of DNA» en: Sambrook, J., Fritsch, E.F. y Maniatis, T. (Eds.) Molecular Cloning: a Laboratory Manual. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA, capítulo 6. 

TPS: Cuantificación de ADN y electroforesis en gel de agarosa. Introducción a la Biología Celular y Molecular. Universidad Nacional de Quilmes. Recuperado el 21 de marzo de 2015, de https://ibcmunq.files.wordpress.com/2010/03/tp5.pdf

Westermeier, R. (1997). Electroforesis in Practice: a Guide to Methods and Applications of DNA and Protein Separation, VCH, Weinheim. 

DNA

 

CLORANFENICOL

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“ANÁLISIS DEL DNA, OBTENIDO DE SANGRE PERIFÉRICA CON TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN Y PURIFICACIÓN”

El DNA, está constituido por dos cadenas de nucleótidos, formando una doble hélice, a manera de escalera enrollada, su estabilidad se debe a la formación de puentes de hidrógeno, además existe la presencia de enlaces entre bases nitrogenadas (A-T; G-C) y enlaces disulfuro. El modo de réplica es semiconservativo.

Obtener DNA relativamente puro y amplificable resulta fundamental para los posteriores usos a los que está destinado: tiene gran importancia en los procesos para el diagnóstico de enfermedades, trastornos genéticos y en el marco de investigación de tipo forense. La tarea demanda una “puesta a punto” de las técnicas de extracción utilizadas, con el objeto de determinar las condiciones ideales en las que se obtenga el máximo rendimiento, por lo que en el procedimiento se debe de tener ciertos cuidados entre los que están la inactivación de nucleasas celulares, trabajar con soluciones y  materiales estériles y, con protección personal (guantes, cubrebocas, cofias) para evitar contaminar las muestras.

En general  los métodos de extracción y purificación de DNA tienen una serie de etapas básicas :

*Obtención de la muestra: Constituye la etapa previa de todo análisi genético.

*Lisis celular: Ruptura de la bicapa lipídica de las membranas celulares (dentro de la cual se destruye membranas nucleares), el tratamiento se realiza con detergentes, agentes quelantes que secuestran cationes estabilizadores de la membrana, choque osmótico,etc. 

*Clarificación: Eliminación de proteínas (son los principales contaminantes del extracto).

* Concentración del DNA: Precipitación con alcoholes y purificación (lavado para eliminar restos de reactivos y solventes que pueden inhibir la Taq polimerasa), y resuspensión.

*Análisis: Cualitativo por electroforesis y cuantitativo por espectrofotometría.

Para muestra de sangre periférica de DNA (CTAB), se han descrito y publicado distintos protocolos. Los métodos de extracción de DNA que realizamos se basan en los principios de las dos alternativas metodológicas básicas las cuales difieren en la etapa de la purificación de las proteínas del extracto; el método que aprovecha las propiedades desnaturalizantes que tiene ciertos solventes orgánicos y el fundamentado en el cambio de solubilidad que experimentan las proteínas cuando son sometidas a modificaciones en la concentración salina del medio. Estos métodos presentan algunas ventajas y desventajas respecto a otros: son económicos, se manejan compuestos químicos tóxicos o contaminantes al ambiente en el caso del método de Fenol - cloroformo y se obtienen considerables cantidades y buena pureza del DNA.

Una vez que se ha realizado la extracción del ADN es necesario revisar la integridad y la cantidad del mismo. La cuantificación del ADN se llevará a cabo por estimación de la intensidad de una banda en la separación por electroforesis en geles de agarosa, en el que el ADN será teñido por el colorante Gel Red y mediante técnicas de espectrofotometría de luz ultravioleta.

La metodología se tomó del manual de Genética Molecular de las páginas 20, 23 - 24, 30- 31, 36, y 42.

Inicialmente es necesario llevar a cabo una lisis para liberar al DNA del interior celular, para lo cual se utilizan los buffers de extracción que contienen 1) detergentes, como sodio dodecilo sulfato (SDS) a una concentración final del 1% o Triton X al 0.5%; 2) una molécula quelante (p. ej. EDTA, 50mM), que tiene cuatro grupos carboxilo y dos grupos amino, cuya forma completamente de-protonizada puede unirse a cualquier complejo metálico en solución, quitando a los cationes de la solución para desestabilizar la membrana celular e inhibir a las DNAsas; 3) sales (p.ej. NaCl 20mM), que forman una capa iónica suave que recubre al ADN protegiéndolo y ayudando a evitar su degradación; 4) Tris-HCl 20mM con pH entre 7.5 y 8.2 para mantener el pH de la solución estable; 5) proteinasa K para degradar proteínas o enzimas (Sambrook, J. 1989).

La absorción de luz UV es una de las características físicas del DNA que permite su identificacion, cuantificacion y la evaluación de su pureza por medio de la espectrofotometría.

Los valores encontrados con respecto a la calidad del DNA obtenido, medidos mediante espectrofotometría son presentados en la TABLA I, donde se presentan la relación de los valores de absorbancia (A260/ A280) y la concentración en ng/uL.

Los nucleótidos tienen un máximo de absorbancia a 260 nm (con una DO=1). Los valores de la relación A260/A280= 1.7 - 1.9 es indicativo de que la muestra de DNA es pura. En nuestro caso los valores oscilan entre 1,8 y 1,9 indicando una buena desproteinización de las muestras de DNA en ambas muestras y una posible contaminación por fenol  en el caso del método de fenol - cloroformo.

En relación a la concentración de DNA expresada en ng/uL se observa que se obtuvo cantidades altas de DNA por el método de Perclorato de sodio en comparación con el de Fenol-cloroformo.

La integridad obtenida del ADN de sangre periférica se muestra en la FIG. 1, en los carriles 9 y 10 respectivamente, en ambas se pueden observar bandas bien definidas y sin degradación. Sin embargo se observa un poco de contaminación en el método de fenol.

El tamaño del poro del gel es predeterminado ajustando su concentración en el gel; entonces a mayor concentración menor tamaño del poro. En la experimentación se utilizó 0.8% de agarosa, una concentración baja  considerando el rango de trabajo 0.7-2%, con este gel de agarosa se obtiene una buena separación (resolución) de grandes fragmentos de ADN (0.5-10 Kb). Dependiendo igualmente de la concentración, nuestro gel de bajo porcentaje, es muy frágil.

Cariotipo humano

Cariotipo humano

Drosophila melanogaster

 1. Menciona tres ventajas de la Drosophila melanogaster como modelo biológico

1. Entre las ventajas que se han señalado para su uso en el área de la investigación científica se destaca la facilidad para realizar cultivos experimentales, la corta duración de su ciclo de vida (ya que dura de 1O a 12 días a 25 °C), la distinción clara entre cada una de las fases de su ciclo de vida, se conocen la morfología larvaria, en donde las células que formarán parte de las distintas estructuras del cuerpo del adulto están alojadas en pequeños sacos conocidos como discos imaginales y la morfología de los adultos , presenta dimorfismo sexual claro, una sola pareja produce gran cantidad de descendencia, su mantenimiento requiere poco espacio y la elaboración del medio de cultivo es de costo reducido.
2. Drosophila melanogaster tiene un número cromosómico bajo (2n = 8), las larvas presentan cromosomas gigantes o politenicos en sus glándulas salivales, por lo que es de gran utilidad para estudiar la morfología cromosómica y la evolución cariotípica, además se han construido cromosomas balanceadores que evitan la recombinación de cromosomas específicos.
3. Posee complejos enzimáticos semejantes a los que se presentan en la fracción S9 del hígado de los mamíferos, por lo que se le ha utilizado como modelo experimental en mutagénesis, ya que los cambios genéticos inducidos que se detectan en Drosophila son similares a los encontrados con los sistemas de prueba de mamíferos.
4. facilidad para introducir y combinar mutaciones en su genoma.

2. ¿Cómo afecta la temperatura la duración del ciclo de vida de este insecto?

El ciclo de vida dura unos 10 días a 25º C (temperatura óptima) y 15 días a 20º C, temperaturas superiores a 30ºC producen la esterilización o muerte de las moscas, e inferiores a 10ºC produce ciclos de vida prolongados.

3. Menciona cuantas y cuáles son las etapas del ciclo de vida de este insecto

El huevo de Drosophila se forma durante un período de  aproximadamente 3 días y medio. La fecundación es interna y ocurre en el útero. El óvulo al caer al útero ocupa la mayor parte de éste, quedando los filamentos dorsales del óvulo suspendidos en los oviductos. Los espermatozoides pasan al oviducto cuando se han liberado del receptáculo seminal del macho. Existe polispermia; o sea, que entra más de un espermatozoide. Una vez fecundado, la madre lo deposita en el exterior, iniciándose la embriogénesis. Y es durante esta etapa cuando se determina la polaridad antero-posterior y más tardíamente la dorso-ventral. Después de unas 24 horas, el embrión eclosiona dando lugar a una larva de vida libre que pasará por 3 etapas larvarias (LI, LII y LIII). Durante este período las células larvarias básicamente no proliferan; sin embargo, crecen en volumen debido a la endoreduplicación de su material genético. A los 5 días la larva entra en pupación y se inicia la metamorfosis. Durante esta etapa, la mayoría de tejidos larvarios son histolizados. Las estructuras adultas se formarán principalmente a partir de la reorganización de los discos imaginales (que darán lugar a las estructuras epidérmicas de la cabeza, tórax y genitales externos del adulto) y los histoblastos (que formarán la epidermis abdominal del adulto). A las pocas horas de vida, la mosca adulta es fértil y se inicia de nuevo el ciclo vital. 

4. ¿Qué significa que Drosophila melanogaster sea un organismo holometábolo?

Es decir, presenta unas  etapas larvarias y una etapa adulta separadas por una etapa pupal, durante la cual tiene lugar una metamorfosis completa.

5. ¿Qué  son los discos imaginales y cual es su importancia?

Los discos imaginales son las estructuras larvarias que darán lugar a la epidermis del adulto de Drosophila melanogaster. Los precursores de estos discos son unos conjuntos de células (cuyo número oscila entre 10 y 40 dependiendo del disco imaginal) que se segregan como invaginaciones de la epidermis embrionaria y que crecen por mitosis justo hasta antes de la metamorfosis, incrementando su número de células por un factor de 1000 aproximadamente. Las células de los discos son histológicamente similares, pero difieren enormemente en sus patrones de expresión génica.

Existen muchas ventajas por las que se utilizan los discos imaginales como modelo de estudio. Se pueden aislar fácilmente, los estudios bioquímicos son posibles debido a que se puede acumular gran cantidad de discos en un período relativamente corto de tiempo y además se pueden mantener in vitro en cultivos celulares.

Existen muchas ventajas por las que se utilizan los discos imaginales como modelo de estudio. Se pueden aislar fácilmente, los estudios bioquímicos son posibles debido a que se puede acumular gran cantidad de discos en un período relativamente corto de tiempo y además se pueden mantener in vitro en cultivos celulares.